EL MICROSCOPIO

03.12.2009 17:05

Aqui explicaremos las partes características del microscopio, como: su funcionamiento y prácticas que se pueden realizar con este mismo.

PARTES DE UN MICROSCOPIO ÓPTICO

Sistema óptico
- OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.
- OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta.
- CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.
- DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
- FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
Sistema mecánico
- SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.
- PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
- CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular, …..
- REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.
- TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.

MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO

Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.
Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas.
Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
Para realizar el enfoque:
1. Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos.
2. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
Empleo del objetivo de inmersión:
1. Bajar totalmente la platina.
2. Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
3. Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de x40.
4. Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
5. Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
6. Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.
7. Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.
8. Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
9. Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.
10. Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.

MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES

Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.
Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo.
Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador).
El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.

DIFERENTES PRÁCTICAS QUE PODEMOS REALIZAR:

Observación de epidermis de cebolla

MATERIAL

Microscopio
Portaobjetos
Cubreobjetos
Cubeta
Agujas enmangadas

Pinzas
Escalpelo
Verde de metilo acético o azul de metileno
Cuentagotas
Cebolla

TÉCNICA

Separar una de las hojas interna de la cebolla y desprender la tenue membrana que está adherida por su cara inferior cóncava.
Depositar el fragmento de membrana en un porta con unas gotas de agua. Pon el porta sobre la cubeta de tinción para que caiga en ella el agua y los colorantes. Si es preciso, estirar el trozo de epidermis con ayuda de dos agujas enmangadas.
Escurrir el agua, añadir una gotas de verde de metilo acético (o azul de metileno) sobre la membrana y dejar actuar durante 5 minutos aproximadamente. ¡No debe secarse la epidermis por falta de colorante o por evaporación del mismo!
Con el cuentagotas bañar la epidermis con agua abundante hasta que no suelte colorante.
Colocar sobre la preparación un cubreobjetos evitando que se formen burbujas y llevarla al microscopio.
Observa la preparación a distintos aumentos, empezando por el más bajo. Identifica las distintas células del tejido epidérmico y las de las hojas del bulbo de cebolla.

RESULTADOS

El resultado de esta práctica debe ser semejante a lo que muestran las siguientes fotos obtenidas con microscopio óptico:

Epidermis de cebolla natural x150
Epidermis de cebolla azul metileno x150
Núcleo x600
Núcleo con reticulo endoplasmático x1500

Observación de bacterias

OBJETIVOS
Realizar una tinción simple de bacterias procedentes de distintas muestras naturales. Realizar dos tipos de fijaciones bacterianas y saber en qué casos se recomienda una u otra. Observar la morfología bacteriana y aprender a distinguir los distintos tipos de agrupaciones que existen. Practicar con el microscopio al máximo aumento y con el correcto empleo del aceite de inmersión.
MATERIAL
Mechero Bunsen o de alcohol Asa de siembra o aguja enmangada Pinzas Portaobjetos Muestras bacterianas de origen natural: yogur, vinagre, sarro dental, suelo, etc.	Colorantes para tinción: a) Solución de cristal violeta al 1% b) Solución de safranina al 0,5% c) Azul de metileno al 1% Microscopio y aceite de inmersión

BACTERIAS DEL YOGUR

El yogur es un producto lácteo producido por la fermentación natural de la leche. A escala industrial se realiza la fermentación añadiendo a la leche dosis del 3-4% de una asociación de dos cepas bacterianas: el Streptococcus termophilus, poco productor de ácido, pero muy aromático, y el Lactobacillus bulgaricus, muy acidificante. En esta preparación se podrán, por tanto, observar dos morfologías bacterianas distintas (cocos y bacilos) y un tipo de agrupación (estreptococos, cocos en cadenas arrosariadas). Además, el tamaño del lactobacilo (unos 30µm de longitud) facilita la observación aunque no se tenga mucha práctica con el enfoque del microscopio.

Realizar el frotis disolviendo una mínima porción de yogur en una pequeña gota de agua.
Fijar con metanol para eliminar parte de la grasa.
Teñir con un colorante cualquiera de los arriba indicados durante 1-2 minutos.
Observar al máximo aumento del microscopio.

BACTERIAS DEL VINAGRE

El vinagre es una solución acuosa rica en ácido acético resultante de la fermentación espontánea del vino o de bebidas alcohólicas de baja graduación. La acetificación del vino es producida por bacterias aeróbicas del ácido acético, principalmente Acetobacter aceti, aunque también Gluconobacter. Se trata de bacilos rectos con flagelos polares.

Tomar con una aguja enmangada una pequeña porción de madre de vinagre natural o de la telilla que se forma sobre la superficie de los vinos agriado.
Extender la muestra en el portaobjetos con una gota de agua y hacer el frotis.
Dejar secar y fijar con calor.
Teñir 2-3 minutos, lavar el exceso de colorante y secar.

BACTERIAS DEL SARRO DENTAL

El sarro dental es un depósito consistente y adherente localizado sobre el esmalte de los dientes. Está constituido principalmente por restos proteicos, sales minerales y bacterias junto con sus productos metabólicos. La flora bacteriana de la cavidad bucal es muy variable dependiendo de las condiciones que se den en el momento de hacer la preparación, pero suelen abundar bacterias saprófitas, pudiéndose observar gran variedad de morfologías: espiroquetas, cocobacilos, diplococos y bacilos.

Con una aguja enmangada tomar una pequeña porción de sarro dental y disolverla en una gota de agua sobre el portaobjetos.
Dejar secar y fijar con calor.
Teñir 2-3 minutos, lavar el exceso de colorante y secar.

BACTERIAS DEL SUELO

La variedad de bacterias que pueden aparecer en una muestra de suelo es prácticamente infinita, muchas de ellas no cultivables en los laboratorios y algunas, incluso, desconocidas para los microbiólogos. Para recoger la muestra y hacer el frotis basta con dejar parcialmente enterrado en vertical un portaobjetos en la tierra de una maceta o de un jardín. Después de varios días, las bacterias se habrán adherido al vidrio y sólo habrá que fijarlas por calor y teñirlas con un colorante cualquiera. Previamente hay que limpiar los bordes del portaobjetos, así como la parte que no se va a teñir.

morfologia_bacteriana.jpg (17,1 kB)

Observación microscópica de hongos

OBJETIVOS
Realizar preparaciones en fresco y en cinta adhesiva de distintas especies de mohos. Observar la morfología de los hongos y distinguir entre hifas septadas y no septadas y entre distintos tipos de esporas y las estructuras que las originan
MATERIAL
Microscopio Portaobjetos y cubreobjetos (22x22 mm) muy limpios y desengrasados con alcohol Aguja enmangada o lanceta	Trozo enmohecido de fruta o pan o un cultivo de hongos Solución de lactofenol al azul algodón Cinta adhesiva transparente

PREPARACIÓN EN FRESCO DE MOHOS

TÉCNICA

Colocar sobre un portaobjetos una gota de solución de lactofenol no demasiado grande para evitar que el cubreobjetos flote y la preparación quede demasiado gruesa. Realizar la misma operación en otro portaobjetos que se usará para lavar la muestra.
Tomar el material a observar en una mínima cantidad con agujas finas o lancetas procurando arrancarlo desde la base y disponerlo con cuidado sobre la gota de uno de los portaobjetos. Con esta especie de lavado se consigue desprender el exceso de conidios que casi siempre llenan estas preparaciones y que impiden ver lo que realmente interesa, los conidióforos.
Transportar el material con la lanceta a la gota del segundo portaobjetos que será ya el definitivo. Si se trata de hongos con picnidios (estructuras globosas tapizadas en su interior por los conidióforos), se aplastarán éstos ligeramente sobre la gota o se seccionarán con un bisturí.
Con agujas muy finas se distribuye el material en la gota de manera que no quede amontonado.
Colocar el portaobjetos poco a poco y empezando por un lado para evitar que se formen burbujas entre los dos vidrios.

PREPARACIÓN EN CINTA ADHESIVA

TÉCNICA

Colocar sobre un portaobjetos una gota de solución de lactofenol no demasiado grande para evitar que el cubreobjetos flote y la preparación quede demasiado gruesa.
Cortar un trozo de cinta adhesiva transparente de aproximadamente 2cm.
Tocar con el lado adhesivo de la cinta la superficie de la fruta o el pan enmohecidos o el borde de una colonia de hongo de un cultivo. En la zona central de una colonia puede haber una excesiva concentración de esporas.
Pegar la cinta adhesiva sobre la gota del portaobjetos.

Eliminar el colorante sobrante con un papel de filtro.

RESULTADOS:

MOHO:

moho_tomate2.jpg (15,9 kB)

APERGILLUS:

aspergillus1.jpg (16,9 kB)

PENICILLUM:

penicillum2.jpg (12,3 kB)

Observación de células sanguíneas

MATERIALES

Microscopio
Portaobjetos
Mechero de alcohol
Lanceta estéril
Cubeta de tinción

Frasco lavador
Alcohol absoluto
Hematoxilina
Eosina

TÉCNICA

Con la lanceta estéril realizar una punción en un pulgar.
Depositar una gota de sangre en la parte central de un portaobjetos.
Colocar un portaobjetos como indica el dibujo y deslizarlo sobre toda la superficie del porta de manera que se pueda obtener una fina película de sangre.
Colocar el frotis de sangre sobre la cubeta de tinción y añadir unas gotas de alcohol absoluto y dejar que el alcohol se evapore para fijar la preparación.
Cubrir con unas gotas de hematoxilina y dejar actuar durante 15 minutos. Evitar la desecación del colorante agregando más líquido.
Lavar la preparación y añadir unas gotas de eosina dejándola actuar 1 minuto.
Volver a lavar hasta que no queden restos de colorante.
Dejar secar aireando el porta o bien al calor muy lento de la llama del mechero.
Observar al microscopio.

OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA
Al microscopio se verán con un dominio predominante los glóbulos rojos, hematíes o eritrocitos teñidos de color rojo por la eosina. No tienen núcleo y son más delgados por el centro que por los bordes.
Los glóbulos blancos o leucocitos se identifican fácilmente por la presencia de núcleo, teñido de morado por la hematoxilina. Hay varias clases de leucocitos:

Linfocitos: de tamaño aproximado al de los glóbulos rojos, tienen un solo núcleo que ocupa casi todo el glóbulo.
Monocitos: son los leucocitos mayores, poco frecuentes normalmente, núcleo grande, redondo, son los más móviles y su función principal es la fagocitosis.
Polimorfonucleares: núcleo fragmentado o arrosariado. Pueden ser eosinófilos, con abundantes granulaciones teñidas de rojo por la eosina, neutrófilos y basófilos.

Las plaquetas no son visibles ya que precisan una técnica especial de tinción.

LINFOCITOS: